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发表于 2024-10-13 17:00
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石蜡切片脱片常见原因
展片不充分:展片不充分、
捞片时有气泡
、
切片有皱褶
没展平等原因造成附贴不牢或附贴时切片下气泡过多。(脱蜡后肉眼可见有皱褶,说明展片不充分,皱褶部分样品容易脱片!!)
脱水程序设置不合理:脱水过程中无水乙醇和二甲苯时间过长;
技术操作问题:复水及PBST清洗过程尽量用泡的,不要冲
抗原修复:用EDTA修复比柠檬酸容易脱片
用高温修复时,
温度骤冷
也可能引起。用含有多聚赖氨酸的玻片有助于粘附
避免自发荧光
1、严格去除切片上的石蜡残留
所有石蜡切片在染色前都需要通过二甲苯去除石蜡。建议将这一步的时间延长至平时的一倍,即二甲苯①、二甲苯②、二甲苯③可各停留30min。脱蜡记得烤片1h左右,提高脱蜡效率,也可使组织与玻片贴的更紧。
2、血清封闭
一般采用动物血清,在室温下封闭1h左右。建议适当延长封闭的时间至2h。如果室温较低,可以考虑采用37℃孵育箱进行封闭,优化封闭时间,充分去除组织中的类属抗原。
封闭时使用的血清尽量采用高质量的国外产品。若血清质量不好,里面可能含有纤维蛋白原(正常血清是不含有纤维蛋白原的),一旦沾到组织上,基本洗不掉了,也会增强自发荧光信号。此外,低质量的血清还包含有很多其它杂质。
3、抗体浓度
一抗的浓度需要预实验摸索,最好采用“棋盘法”进行浓度梯度预试。一抗浓度过高(本身荧光实验,一抗的浓度就较高),也是造成自发荧光强的重要原因。
荧光二抗
采用进口的荧光二抗是非常重要的。因为低质量的荧光二抗中往往残留较多的未标记游离荧光素,游离的荧光素未与蛋白质结合,形成了聚合物和衍化物,它们的自发荧光也是很强的。
PS. 二抗在4℃长时间放置后可能有部分荧光素沉淀,
导致染色结果有星星点点的杂质,损失珍贵样本!建议配成工作液后,高速离心,取上清使用
4、
阴性对照
每次实验准备只染二抗、和不表达目标蛋白的阴性对照
抗原修复
pH值的应用范围及选择
应用于抗原修复的物质很多,但至今为止,大家公认的最好的抗原修复液还是柠檬酸盐缓冲液pH6.0,据多年来的实践认为,该液确实很好,它适合于大多数的抗原,在常规应用的临床标记抗体中基本都适用,经用该液修复后的抗原表达增强,抗原的定性和定位很理想,结果不错。但近来也有文献报道,应用抗原修复液pH8.0的效果也不错
2. 抗原修复时应选择最佳温度
据Masson等研究表明:70℃~90℃的温度对没有经固定的蛋白可发生变性,但经福尔马林固定的蛋白,要使其发生变性,温度必须在92℃以上。据实验认为温度在92℃~98℃之间,尤其在95℃最为合适,这是因为:①这种温度未达到沸腾,切片不容易脱离载片;②能够解离和破坏与蛋白交联的甲醛醛键等,处理时可以随意选择和确定抗原修复的作用时间。
抗原修复液必须遵循自然降温规律,否则效果不好或达不到抗原修复的目的
抗原修复持续时间过后,取出放于室温中让其自然冷却,决不能为了争取时间,强行用冰块或冷水使其冷却。这是因为当高温中的抗原蛋白分子链脱离了其它的束缚或联结,要有一个自然环境让其自然放松下来,随着温度的降低,它们会慢慢地恢复原来的形态和构型。如果用冰块和冷水强行使其降温,松开后的蛋白分子肽链
突遇降温而固定下来,恢复不了原有的构型,达不到预想的效果。
3. 使用足量的抗原修复液
抗原修复的方法都采用加热的方法,尤其是微波辐射加热法,该法由于产热快。液体容易挥发直至干涸。因此,应用于抗原修复的液体,一定要充足,防止切片干涸。用于抗原修复的切片,如果由于液体少而导致切片的干涸,则应丢弃切片,因为热干涸的切片中的抗原是没办法补救的,因它是一种不可逆的现象。据实验认为,用于微波辐射抗原修复的液体,量大可多至1000ml。应用大量的抗原修复液时,由于它的量较大,可延缓了液体的沸腾时间,增加了切片受微波辐射的量,对抗原修复将达到彻底。
在实际工作中,并非所有的抗原都要进行抗原修复,抗原性保存良好或基本保存者不需要修复,同时应根据抗原种类予以选择修复方法,必要时可多种复原方法同时使用,以其获得更理想的结果。
零失误 封片保存技巧
最后一步封片也很重要。
组化笔不要圈的太小!封片剂会弥散不开!
采集不到样品信号!封片剂也不宜添加过多,可用10ul枪头吸取少量,点在每个样品边缘,缓慢盖片。
用10ul枪头滴加~5ul/样品(根据组化笔大小 酌情更改封片剂滴加量)
千万不可打出气泡!不要把枪头最后一滴封片剂打出!
气泡会严重影响封片效果!
如果不小心产生气泡 → 可以用镊子轻轻将气泡挤出(像手机贴膜一样)
如果严重封片失误 → 快速将样品泡在PBST里 → 将盖玻片取下 → 重新封片
组化笔圈太小!封片剂无法均匀铺展
原文地址:https://zhuanlan.zhihu.com/p/455662970
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