Western Blot的由来

笑看风云

Western Blot的由来

命名为“Western Blot”，与“Northern Blot”一样，完全源于科学家的幽默。在一次鸡尾酒会上，有人开了这样一个玩笑，所有人都笑了，这个命名就这样延续了下来。

1975年，Edwin Southern 发明了DNA杂交技术。这一技术被命名为“Southern Blot”，以表彰Edwin Southern的杰出贡献。

1977年，George Stark及其同事发明了检测RNA的方式。这一技术被命名为“Northern Blot”。

1979年，George Stark发展进早期的蛋白印迹技术，将蛋白来电泳凝胶上转移到活化的纤维素上。随后，Harry Towbin发展出更快速、简单的电转技术。

1981年，W. Neal Burnette正式将这一技术命名为“Western Blot”。

2008年，Max Planck生物化学研究所的Mathias Mann发表题为“Can Proteomics Retire the Western Blot?”论文认为，质谱技术可以一次分析样品中的多种蛋白，如今的蛋白质组研究更多地依赖于质谱技术；Western Blot面临被淘汰的危险。毕竟，Western Blot的检测范围大约为3-4 logs，而血液中大部分的有生物意义的蛋白浓度约为12 logs。

然而，随着电泳及转膜技术的改进、商业化抗体的不断增加，Western Blot操作日益简单，分析方法及工具更加多样。成像技术的切口革新、低检测限（高灵敏度）抗体的出现，Western Blot的检测范围得到扩展，定量/半定量成为可能。Western Blot因为其设备便宜、技术成熟，仍将在较长时间内应用于多种基因功能、转基因检测等实验中。同时，Western Blot已经应用到HIV、牛绵状脑病（疯牛病）、Lyme disease、乙肝等多种疾病检测中。

Western Blot基本概念

印迹技术

1975，Edwen Southern提出分子印迹概念：将存在于凝胶中的生物大分子转移于固定化介质上并加以检测分析的技术。目前主要应用于DNA,RNA，蛋白质的检测。

蛋白质免疫印迹法

Western blotting: 免疫印迹法是检测蛋白质混合溶液中某种特定目的蛋白质的定性方法，也可以作为确定同一蛋白质在不同细胞或者同一种细胞不同条件下的相对含量的半定量方法。由于其检测往往需要抗体，所以也被称为免疫印迹技术。

应用

1 检测样品中特异蛋白存在与否

2 细胞中特异蛋白的半定量分析

3 蛋白质分子相互作用的研究

实验操作

1 细胞裂解物的准备；

2 细胞裂解物的蛋白定量；

3 细胞裂解物的SDS-PAGE；

4 蛋白质的转移；

6 目的蛋白质的检测。

免疫印迹只能检测目的蛋白的相对含量

测定相对含量时，需要内参照

选择合适的反应条件：SDS-PAGE胶浓度；转移膜的选择；转移时间的选择

注意电极的正负极

抗体反应时，注意驱除反应袋内气泡

操作要轻柔。

Western Blot常用试剂

1、 丙烯酰胺和N，N’-亚甲双丙烯酰胺，应以温热(以利于溶解双丙稀酰胺)的去离子水配制含有29%(w/v)丙稀酰胺和1%(w/v)N，N’-亚甲双丙烯酰胺储存液丙稀酰胺29g，N，N-亚甲叉双丙稀酰胺1g，加H2O至100ml。)储于棕色瓶，4℃避光保存。严格核实PH不得超过7.0，因可以发生脱氨基反应是光催化或碱催化的。使用期不得超过两个月，隔几个月须重新配制。如有沉淀，可以过滤。

2、 十二烷基硫酸钠SDS溶液:10%(w/v)0.1gSDS，1mlH2O去离子水配制，室温保存。

3、 分离胶缓冲液:1.5mmol/LTris-HCL(pH8.8):18.15gTris和48ml1mol/LHCL混合，加水稀释到100ml终体积。过滤后40C保存。

4、 浓缩胶缓冲液:0.5mmol/LTris-HCL(pH6.8):6.05gTris溶于40mlH2O中，用约48ml 1mol/L HCL调至pH6.8加水稀释到100ml终体积。过滤后40C保存。这两种缓冲液必须使用Tris碱制备，再用HCL调节PH值，而不用 Tris.CL。

5、 TEMED原溶液N，N，N’N’四甲基乙二胺催化过硫酸铵形成自由基而加速两种丙稀酰胺的聚合。PH太低时，聚合反应受到抑制。10%(w/v)过硫酸胺溶液。提供两种丙稀酰胺聚合所必须的自由基。去离子水配制数ml，临用前配制.

6、 SDS- PAGE加样缓冲液:pH6.8 0.5mol/L Tris缓冲液8ml，甘油6.4ml，10%SDS 12.8ml，巯基乙醇3.2ml，0.05%溴酚蓝1.6ml，H2O 32ml混匀备用。按1:1或1:2比例与蛋白质样品混合，在沸水终煮3min混匀后再上样，一般为20-25ul，总蛋白量100μg。

7、 Tris-甘氨酸电泳缓冲液:30.3gTris，188g甘氨酸，10gSDS，用蒸馏水溶解至1000ml，得0.25mol/L Tris-1.92mol/L甘氨酸电极缓冲液。临用前稀释10倍。

8、 转移缓冲液：配制1L转移缓冲液，需称取2.9g甘氨酸、5.8gTris碱、0.37g SDS，并加入200ml甲醇，加水至总量1L。

9、 丽春红染液储存液：丽春红S 2g 三氯乙酸30g 磺基水杨酸 30g 加水至100ml 用时上述储存液稀释10倍即成丽春红S使用液。使用后应予以废弃。

10、 脱脂奶粉5%(w/v)。

11、 NaN3 0.02% 叠氮钠(有毒，戴手套操作)，溶于磷酸缓冲盐溶液(PBS)。

12、 Tris缓冲盐溶液(TBS):20mmol/LTris/HCL(pH7.5)，500mmol/LnaCl。

13、 Tween20(15)鼠抗人-MMP-9(16)鼠抗人-TIMP-1。

14、 过氧化物酶标记的第二抗体。

15、 NBT(溶于70%二甲基甲酰胺，75mg/ml)。

16、 BCIP(溶于100%二甲基甲酰胺，50mg/ml)。

17、 100mmol/LTris-HCL(pH9.5)。

18、 100mmol/L NaCl。

19、 50mmol/LTris-HCL(pH7.5)，5mmol/L EDTA。

Western Blot样品制备

1、组织：

组织的处理方法：组织洗涤后加入3倍体积预冷的PBS（磷酸盐缓冲液），0℃研磨，加入5×STOP buffer，（终止缓冲液），180W，6mins，0℃超声波破碎，5000rpm，5mins 离心，取上清。加入β-ME(9.5ml加入0.5ml)，溴酚蓝（9.5ml加入0.5ml）煮沸10min，分装后于-20℃保存，用时取出，直接溶 解上样。

2、细胞：

细胞的处理方法： 离心收集细胞或者直接往细胞培养瓶内加入5×STOP buffer，收集，180W，6mins，0℃超声波破碎，5000rpm，5mins 离心，取上清。加入β-ME(9.5ml加入0.5ml)，溴酚蓝（9.5ml加入0.5ml）煮沸10min，分装后于-20℃保存，用时取出，直接溶 解上样。

3、分泌蛋白的提取（特例）：

直接收集分泌液，加入β-ME、溴酚蓝制样。

蛋白质纯化的方法选择

随着分子生物学的发展，越来越多的科研人员熟练掌握了分子生物学的各种试验技术，并研制成套试剂盒，使基因克隆表达变得越来越容易。但分子生物学的上游工作往往并非是最终目的，分子克隆与表达的关键是要拿到纯的表达产物，以研究其生物学作用，或者大量生产出可用于疾病治疗的生物制品。相对与上游工作来说，分子克隆的下游工作显得更难，蛋白纯化工作非常复杂，除了要保证纯度外，蛋白产品还必须保持其生物学活性。纯化工艺必须能够每次都能产生相同数量和质量的蛋白，重复性良好。这就要求应用适应性非常强的方法而不是用能得到纯蛋白的最好方法去纯化蛋白。在实验室条件下的好方法却可能在大规模生产应用中失败，因为后者要求规模化，且在每日的应用中要有很好的重复性。本文综述了蛋白质纯化的基本原则和各种蛋白纯化技术的原理、优点及局限性，以期对蛋白纯化的方法选择及整体方案的制定提供一定的指导。

1、蛋白纯化的一般原则

蛋白纯化要利用不同蛋白间内在的相似性与差异，利用各种蛋白间的相似性来除去非蛋白物质的污染，而利用各蛋白质的差异将目的蛋白从其他蛋白中纯化出来。每种蛋白间的大小、形状、电荷、疏水性、溶解度和生物学活性都会有差异，利用这些差异可将蛋白从混合物如大肠杆菌裂解物中提取出来得到重组蛋白。蛋白的纯化大致分为粗分离阶段和精细纯化阶段二个阶段。粗分离阶段主要将目的蛋白和其他细胞成分如DNA、RNA等分开，由于此时样本体积大、成分杂，要求所用的树脂高容量、高流速，颗粒大、粒径分布宽．并可以迅速将蛋白与污染物分开，防止目的蛋白被降解。精细纯化阶段则需要更高的分辨率，此阶段是要把目的蛋白与那些大小及理化性质接近的蛋白区分开来，要用更小的树脂颗粒以提高分辨率，常用离子交换柱和疏水柱，应用时要综合考虑树脂的选择性和柱效两个因素。选择性指树脂与目的蛋白结合的特异性，柱效则是指各蛋白成分逐个从树脂上集中洗脱的能力，洗脱峰越窄，柱效越好。仅有好的选择性，洗脱峰太宽，蛋白照样不能有效分离。

2、各种蛋白纯化方法及其优、缺点

2．1 蛋白沉淀 蛋白能溶于水是因为其表面有亲水性氨基酸，在蛋白质的等电点处若溶液的离子强度特别高或者特别低，蛋白则倾向于从溶液中析出。硫酸铵是沉淀蛋白最常用的盐，因为它在冷的缓冲液中溶解性好，冷的缓冲液有利于保持目的蛋白的活性。硫酸铵分馏常用作试验室蛋白纯化的第一步，它可以初步粗提蛋白质，去除非蛋白成分。蛋白质在硫酸铵沉淀中较稳定，可以短期在这种状态下保存中间产物，当前蛋白质纯化多采用这种办法进行粗分离翻。在规模化生产上硫酸铵沉淀方法仍存在一些问题，硫酸铵对不锈钢器具的腐蚀性很强。其他的盐如硫酸钠不存在这种问题，但其纯化效果不如硫酸铵。除了盐析外蛋白还可以用多聚物如PEG和防冻剂沉淀出来，PEG是一种惰性物质，同硫酸铵一样对蛋白有稳定效果，在缓慢搅拌下逐渐提高冷的蛋白溶液中的PEG浓度，蛋白沉淀可通过离心或过滤获得，蛋白可在这种状态下长期保存而不损坏。 蛋白沉淀对蛋白纯化来说并不是多么好的方法，因为它只能达到几倍的纯化效果，而我们在达到目的前需要上千倍的纯化。其好处是可以把蛋白从混杂有蛋白酶和其他有害杂质的培养基及细胞裂解物中解脱出来。

2．2 缓冲液的更换 虽然更换缓冲液不能提高蛋白纯度，但它却在蛋白纯化方案中起着极其重要的作用。不同的蛋白纯化方法需要不同pH及不同离子强度的缓冲液。假如你用硫酸铵将蛋白沉淀出来，毫无疑问蛋白是处在高盐环境中，需要想办法脱盐，可用的方法有利用半透膜透析，通过勤换透析液体去除盐分，此法尚可，但需几个小时，通常要过夜，也难以用于大规模纯化中。新型的设备将透析膜夹在两个板中间，板的一侧加缓冲液，另一侧加需脱盐的蛋白溶液，并在蛋白溶液一侧通过泵加压，可以使两侧溶液在数小时内达到平衡，若增加对蛋白溶液的压力，还可迫使水分和盐更多通过透析膜进入透析液达到对蛋白浓缩的目的。也有出售的脱盐柱，柱内的填料是小孔径的颗粒，蛋白分子不能进入孔内，先于高浓度盐离子从柱中流出，从而使二者分离。蛋白纯化的每一步都会造成目的蛋白的丢失，缓冲液平衡的步骤尤甚。蛋白会结合在任何它能接触的表面上，剪切力、起泡沫和离子强度的快速变化很容易让蛋白失活。

2．3 离子交换色谱 这是在所有的蛋白纯化与浓缩方法中最有效方法。基于蛋白与离子交换树脂间的相互电荷作用，通过选择不同的缓冲液，同一种蛋白既可以和阴离子交换树脂（能结合带负电荷的分子）结合，也可以和阳离子交换树脂结合。树脂所用的带电基团有四种：二乙基氨基乙基用于弱的阴离子交换树脂；羧甲基用于弱的阳离子交换树脂；季铵用于强阴离子交换树脂；甲基磺酸酯用于强阳离子交换树脂。蛋白质由氨基酸组成，氨基酸在不同的pH环境中所带总电荷不同。大多数蛋白在生理pH（pH6～8）下带负电荷，需用阴离子交换柱纯化，极端的pH下蛋白会变性失活．应尽量避免。由于在某个特定的pH下不同的蛋白所带电荷数不同，与树脂的结合力也不同，随着缓冲液中盐浓度的增加或pH的变化，蛋白按结合力的强弱被依次洗脱 。在工业化生产中更多地是改变盐浓度而不是去改变pH值，因为前者更容易控制 。在实验室中几乎总是用盐浓度梯度去洗脱离子交换柱，利用泵的辅助可以使流入柱的缓冲液中盐浓度平稳地上升，当离子强度能够中和蛋白的电荷时，蛋白就被从柱上洗脱下来。但在工业生产中盐浓度很难精确控制，所以常用分步洗脱而不足连续升高的盐梯度。与排阻层析相比，离子交换特异性更好，有更多的参数可以调整以获得最优的纯化效果，树脂也比较便宜。值得一提的是，即便是用最精确控制的条件，仅用离子交换单一的方法也得不到纯的蛋白，还需要其他的纯化步骤。

2．4 亲和层析 亲和层析基于目的蛋白与固相化的配基特异结合而滞留，其他杂蛋白会流过柱子。本方法存在的问题是：单抗非常昂贵，而且也需先纯化；单抗与目的蛋白结合力太强．要用苛刻的条件来洗脱，这会使目的蛋白失活并破坏单抗；混合物中的其他蛋白如蛋白酶也可能破坏抗体或与它们非特异结合；某些单抗也会在纯化过程中从树脂上解离下来混入产物中，也需要从终产物中去除。亲和柱通常在纯化过程的后期应用，此时标本体积已缩小，大部分的杂质已经去除。谷胱甘肽S-转移酶（Glutathione S-transferase，GST）是最常用的亲和层析纯化标签之一，带有此标签的重组蛋白可用交联谷胱甘肽的层析介质纯化，但本方法有以下缺点：首先，蛋白上的GST必须能合适地折叠，形成与谷胱甘肽结合的空间结构才能用此方法纯化；其次，GST标签多达220个氨基酸，如此大的标签可能会影响表达蛋白的可溶性，使形成包涵体，这会破坏蛋白的天然结构，难于进行结构分析，有时即便纯化后再酶切去除GST标签也不一定能解决问题。另一种可应用的亲和纯化标签是6组氨酸标签，组氨酸的咪唑侧链可亲和结合镍、锌和钴等金属离子，在中性和弱碱性条件下带组氨酸标签的目的蛋白与镍柱结合，在低pH下用咪唑竞争洗脱。组氨酸标签与GST相比有许多优点，首先，由于只有6个氨基酸，分子量很小，一般需要酶切去除：其次，可以在变性条件下纯化蛋白，在高浓度的尿素和胍中仍能保持结合力；另外6组氨酸标签无免疫原性，重组蛋白可直接用来注射动物，也不影响免疫学分析 。虽然有这么多的优点，但此标签仍有不足，如目的蛋白易形成包涵体、难以溶解、稳定性差及错误折叠等。镍柱纯化时金属镍离子容易脱落漏出混入蛋白溶液，不但会通过氧化破坏目的蛋白的氨基酸侧链，而且柱子也会非特异吸附蛋白质，影响纯化效果。若目的蛋白可与某种碳水化合物特异结合，或者需要某种特殊的辅因子，可将该碳水化合物或辅因子固相化制成亲和柱，结合后目的蛋白可用高浓度的碳水化合物或辅因子洗脱。

2．5 疏水作用 层析蛋白是由疏水性和亲水性氨基酸组成的。疏水性氨基酸位于蛋白空间结构的中心部位，远离表面的水分子。亲水性氨基酸残基则位于蛋白表面。由于亲水性氨基酸吸引了许多的水分子，所以通常情况下整个蛋白分子被水分子包围着，疏水性氨基酸不会暴露在外。在高盐浓度的环境中蛋白的疏水性区域则会暴露并与疏水性介质表面的疏水性配基结合。不同的蛋白疏水性不同，与疏水作用力大小也不同，通过逐渐降低缓冲液中盐浓度冲洗柱子，在盐浓度很低时，蛋白恢复自然状态，疏水作用力减弱被洗脱出来。 疏水性树脂的选择性是由疏水性配基的结构决定的，常用的直链配体为烷基配体（alkyl ligands）和芳基配体（aryl ligands），链越长结合蛋白的能力也越强。理想树脂种类的选择应根据目的蛋白的化学性质而定，不能选择结合力太强的树脂，结合力太强的树脂会很难洗脱，所以开始时应选用中等结合力的苯基树脂探讨条件。为了使选择合适的介质更容易，Amersham Biosciences推出了疏水作用树脂选择试剂盒，里面包括5种不同的树脂供比较。疏水层析很适合作为离子交换纯化的下一个步骤，因为疏水作用层析在高盐浓度下上样，从离子交换得到的产物不需更换缓冲液即可使用。蛋白又在低盐缓冲液中洗脱，又省去了下一步纯化前的更换缓冲液的步骤，既节约了时间，又减少了蛋白的丢失。

2．6 排阻层析 也叫凝胶过滤或分子筛。排阻层析柱的填充颗粒是多孔的介质，柱中围绕着颗粒所能容纳的液体量叫流动相，也称无效体积。太大的蛋白不能进入颗粒的孔内，只能存在于无效体积的溶液中，将会最早从柱中洗脱出来，对这部分蛋白无纯化效果。由于各种蛋白的分子大小不同，扩散进入特定大小孔径颗粒内的能力也各异。大的蛋白分子会被先洗脱出来，分子越小，洗脱出来的越晚。为得到最佳的纯化效果，应将孔径大小选在目的蛋白能在无效体积和总柱床体积的中点附近洗脱。排阻层析有其他方法所不具备的优点，首先所能纯化的蛋白分子量范围宽，Tosoh Biosep公司的聚合物树脂，排阻极限可达200000kD；其次，树脂微孔的形状适合分离球形的蛋白质，纯化过程中也不需要能引起蛋白变性的有机溶剂。应该注意的是某些蛋白不适合用凝胶过滤纯化，因为本技术所用树脂有轻度的亲水性，电荷密度较高的蛋白容易吸附在上面。排阻层析从不用于纯化过程的早期，因为这种方法要求标本高度浓缩，上样量只能在柱体积的1%～4%之间，柱子要细而长才能得到好的分离效果，树脂本身也比较昂贵，规模化的工业生产中不太适用。

2．7 电泳 丙烯酰胺凝胶电泳通常用来查看蛋白混合物样品的复杂程度和监测纯化效果。这种方法分离效果极好，可惜很难在不丧失精度情况下放大到制备规模，因为随着胶厚度的增加，电泳时的热效应会严重干扰蛋白的泳动。在基础研究中，有时仅需要少量的纯蛋白进行研究，如蛋白质测序等，此时电泳纯化不失为一种简便快速的好方法。丙烯酰胺凝胶电泳也是蛋白纯化过程中重要的分析工具，可以检测目的蛋白是在哪个梯度的离子交换柱盐洗脱液中；可用来判定近年来随着各学科的迅猛发展，对蛋白纯化技术的需求不断增长，已有的纯化方法被日益改进，新型的纯化方法也相继涌现。羟磷灰石是磷酸钙的结晶，由于其理化性质不够稳定，结合能力差，很难用于层析。近来Bio-Rad公司对其进行了改进，提高了钙和磷的比例，使形成球形、多孔、性质稳定的陶瓷羟磷灰石颗粒，其带正电的钙离子和负电性的磷酸根离子可分别与蛋白的羧基及氨基结合。通过调整缓冲液的pH值，酸性及碱性氨基酸可选择性地与此树脂结合，改变缓冲液的盐浓度可将蛋白洗脱分离。资料显示，使用这种方法能使两种等电点、分子量和疏水性相同的蛋白很好分离。

亲和纯化方面，Sigma发展了利用FLAG标签的纯化方法，FLA G序列为N-AspTyrLysAspAspAspAsp-Lys-C，分子量小且亲水性，与其融合表达的蛋白不易形成包涵体，活性也不受影响，用该公司抗FLA G抗体亲和树脂即可纯化目的蛋白。其他新型标签及相应纯化系统还有CBP（Calmodulin Binding Peptide，CBP）、Promega公司的BCCP（Biofin carboxylcarrierprotein，BCCP）标签和亲和素一生物素纯化系统、麦芽糖结合蛋白（Maltose Binding Protein，MBP）标签、Biolabs公司的IMPACT-CN系统、Novagen公司的CBD-Tag和，I7-Tag系统等。相信随着时间的推移，会有更多更好的方法出现，合理充分地应用这些方法，对科研、生物制药、疫苗、诊断试剂研制等工作都会有很大帮助。

如何正确使用Quantiy One定量

WB做完，有时候我们需要对结果进行定量。目前最备受推崇的应该非Biorad公司的Quantiy One软件莫属，然而其$6K左右的售价令很多人望而却步；不过，这款软件之所以敢如此漫天要价，其最大的优点莫过于自动识别条带代替人工分析以降低主观误差，同时它的很多功能渗透了艰深的数理理论以及概率统计的原理，这在其它各类免费的随机附送的蛋白定量软件上是乏善可陈的。不过，令人扼腕的是，又有多少人真的只是把它当做一款普通的“免费”软件在使用着--暴殄天物。

目前多数免费软件主要采用的是等高线定量法（Volumn Contour），Quantiy One也包含这部分内容且在网络教程里面流传最广，以至于很多人只会这种并不准确的蛋白定量方法。等高线定量法通过半自动描绘电泳条带的等高线边缘来得到等高线区域内部面积，再将该面积乘以区域内平均光密度值得到条带内部总的信号量。这种分析方法有明显的弊病：人为圈定背景值且假定不同泳道的背景亮度一致；等高线的绘制处于“半自动”状态，即需要人为判断作为等高线标准的电泳条带的边缘；最致命的是在几个电泳条带距离十分接近的时候几乎无法绘制单一条带的轮廓（常出现连续的几个条带等高线相连而无法分离出单独条带的轮廓）。

实际上，最科学、严谨的蛋白定量方法应该是泳道/条带轨迹定量法（Trace Tracking）。这种方法使用起来步骤较为繁琐，必须通过泳道识别---电泳条带识别这两个连续的步骤才能进行定量。但它最大优点在于可以完全抛弃人为主观因素进行全自动定量。他的定量方式为：首先根据不同电泳条带的光密度值绘制光密度曲线，然后计算光密度曲线下面积作为电泳条带的定量根据。其次，它能够最大程度的排除不同泳道之间的背景差异，让各个泳道上的不同电泳条带在一条几乎相同的起跑线上进行对比；这个背景排除功能是等高线法无法做到的。最终，采用泳道/条带轨迹定量法分析条带光密度后，再结合Gauss Model Bands对电泳条带进行数理统计。

执行步骤

由于Quantiy One只能识别黑白的TIF文件，而实际上发表论文时，很多杂志也要求提供TIF等格式的图片而非JEPG格式的；因此，考虑到这两层因素，我建议大家从一开始扫描就统一存贮为TIF格式的图片。

1.创建泳道：

a.打开我们要分析的电泳图片（以蛋白质电泳为例）。

b.选择“Lane-Auto Frame lanes”。这时如果您的电泳图片比较标准的话，Quantity One就会自动识别出每条电泳泳道的位置，而且将各个泳道的路径用一条红线标画出来；

如果您对软件自动标记的泳道不甚满意，您可以通过“Lane-Edit Frame”下级各个子菜单提供的功能对泳道框架位置、大小等进行调节；调节方法就是通过鼠标的拖放来实现。

如果您只需要分析其中几个泳道的数据而不想其他泳道的标记干扰您的视线，您可以通过“Lane-Single Lane-Remove Lane”删除您不需要的泳道的标记。

注意

不是所有的电泳图片的泳道都能够被Quantity One自动识别。在不能自动识别的情况下，Quantity One就会弹出对话框告诉您它不能识别泳道。这时大家就需要手工绘制电泳泳道。方法和上面一样，同过“Lane-Single Lane-Creat Lane”来实现。只要用鼠标在您的电泳图片上顺着待标记的泳道的中轴线拖放就可以绘制出该泳道的标记红线。

2.不同泳道的背景排除：

我们要将我们的电泳图片进行前面谈到的泳道识别，不管是自动方式还是手工识别。然后选择“Lane-Lane Backgroud...”命令。选择该命令后，鼠标即变成一个绿色的“+”，将鼠标移到您打算进行背景排除的泳道，点击左键一下，立刻就会弹出如下图所示的对话框。

其中“Optical Density”显示得是该泳道光密度值的分布情况。大家会注意到这个分布曲线并不是紧贴着纵轴，而是位于纵轴上方分布。造成这个“悬空现象”的原因就是该泳道自身存在着一定的光密度“背景”。这个背景的存在导致该泳道上各个电泳条带之间不能处于同一水平进行对比；如果考虑到相邻的其他泳道更是因为不同背景的存在而无法对比不同泳道上的不同电泳条带。如何去除这个背景呢？我们继续看右边的“Lane Backgroud Substruction”对话框。这个对话框的上方“All Lanes”表示可以对所有泳道进行一次性处理；下方的“Selected Lane”表示仅针对此次选中的这个泳道进行处理。我们用鼠标选择“Selected Lane”的“Lane On”选项。然后在下面的“Rolling Disk Size”里填上“5”，再按“回车”键。大家再来看看现在“Optical Density”中出现了一条紧紧沿着光密度曲线分布的酱色曲线。这条曲线将泳道的背景与电泳条带的光密度分布十分精确的划分开来。

注意

“Rolling Disk Size”是什么意思呢？实际上就是数理里面的微分等差逼近。我们可以将Quantity One提供的去除背景功能想象成是一个滚动的小球。如果这个小球的半径越小，那么它沿着光密度曲线滚动时滚过的路径就越发精细，具体反映在酱色曲线的轨迹越发靠近黑色光密度分布曲线的基线。因此从理论上来说“Rolling Disk Size”的取值越小，它的去除背景效果越好。大家可以试着选择一个较大的值比如80，再来看看此时酱色曲线的轨迹。当然也不能取太小的值。因为如果取值太小，大家可以想象这个十分微小的球就会滚入光密度曲线内部，造成有效阳性信号的损失。个人感觉5~20是一个比较好的取值范围。

我们可以对每条泳道依葫芦画瓢进行以上类似的背景排除工作。不过有时候如果大家觉得可以使用同样的标准，即相同的“Rolling Disk Size”进行排除，那么我们可以在“Lane Backgroud Substruction”对话框中选择上方的“All Lanes On(same level)”选项。然后在“Rolling Disk Size”中填上一个合适的值，点击“Done”按钮确认就可以了。此时该电泳图片上所有的泳道都以相同的标准进行了背景去除。

3.创建条带：

前面我们已经识别和分析了电泳图片的泳道，下面我们开始研究电泳条带的问题。首先在这里明确两个名词翻译：“Lane”指电泳泳道；“Band”指电泳条带（在下文中一律使用这两个英文名词来表示这两个意思）。

a.电泳条带的识别：和前面研究Lane一样，首先我们要对Lane上的Band进行识别。识别方式同样分为自动识别和人工识别。自动识别的时候选择“Band-Detect Bands...”命令。这时Quantity One会自动弹出一个“Detect Bands”的对话框。

注意

第一次用Quantity One时，您的Bands识别以后仅仅是画出了一条红色的粗线，而在上面的演示图片中却是上下括号的形式。其实大家可以在“Band-Band Attributes”选项中设置Bands的显示形式。在下方的“Style”选项卡中选择“Brackets”就会将原来的粗线改为括号形式了。

b.如果要自动识别所有Lanes上的Bands就钩选Lands后面的“All”选项；如果仅仅想自动识别某一条Lane上的Bands就钩选“One”，然后在后面的输入框中填上您想识别的泳道号码；

如果仅仅想识别泳道上部分光密度值最强的Bands，可以在“Bands”后面的选项中选择“Limit”，然后填上相应的数目（比如10）。Quantity One就会仅识别该泳道上光密度最大的10条Bands；

如果您发现自动识别的Bands宽度太窄，圈定Band的红色括号内范围小于黑色的光密度影。此时可以使用“Lane Width”命令来调整Bands识别的宽度。用鼠标点击“Lane Width”后面的向上箭头就会发现红色括号逐渐变宽，最后要求其范围略为宽过其包绕的Band影迹；

如果您发现自动识别功能没有识别您想要的Band或者误识别了您不想要的Band，您还可以使用上面的工具栏进行“添加”或“删除”。将您的鼠标指向每个图标，Quantity One就会知道弹出一个黄色的提示信息告诉您这个按钮的功能。

4.高斯建模与结果分析：

a.高斯建模，即用数学方法（微积分）对正态分布曲线进行统计分析。理论上每道band的光密度都呈正态分布的平滑曲线（每个band中间位置蛋白压缩最紧浓度最高，向上向下因扩散而减弱）；然而实际操作过程中，如果荧光过强，往往出现类似方波的曲线（曲线无peak峰，上方为平滑直线，超识别的最高阈值）；荧光较弱宜出现波浪样（多）波峰，或难与背景区分。

首先电脑会统计band中每个点的光密度值，并对这些值按正态分布进行归类，当读值不符合正态分布的原理时，电脑会自动做出选择以对偏离正态分布的数据进行统计学取舍（置信区间），从而最终优化光密度曲线呈正态分布。

如何进行高斯建模呢？很简单，只要执行“Band-Gauss Model Bands...”命令就可以了，执行后Quantity One回弹出一个对话框问您要对那条泳道进行高斯建模。请钩选“One”，然后再输入需要建模的泳道代码就可以了；如果选择了“All”则对所有泳道进行高斯建模，当然建模这么多泳道会费一点时间了。

b.观察结果：执行完高斯建模以后使用“Band-Band Information”命令来观察结果。

方法是将变成蓝色惊叹号的鼠标移到刚才已经识别的Band的部位，一个详细的“Band Information”信息框就会立刻弹出来。在这幅图中我们必须注意的是“Trace”和/或“Gauss Model Trace”，因为我们刚才辛苦了半天就是为了得到这个数据。这个数据表示的就是Band光密度分布曲线下面积，也就是Quantity One用来表达Band内分子总量的方式。

最后，我们计算、记录的值，应该是“Gauss Model Trace”这一栏的读值。

Western Blot转膜

在电流的作用下，使蛋白质从胶转移至固相载体（膜）上。

膜的选择：印迹中常用的固相材料有NC膜、DBM、DDT、尼龙膜、PVDF等。我们选用PVDF（聚偏二氟乙烯），其具有更好的蛋白吸附、物理强度，以及具有更好的化学兼容性。 有两种规格：Immobilon-P（0.45um）和Immobilon-PSQ(0.2um for MW<20kDa)。

A 半干法

即将凝胶夹层组合放在吸有转印缓冲液的滤纸之间，通过滤纸上吸附的缓冲液传导电流，起到转移的效果。因为电流直接作用在膜胶上，所以其转移条件比较严酷，但是其转移时间短，效率高。

1 实验条件的选择

电流1mA-2mA/cm2，我们通常100mA/膜，按照目的蛋白分子大小、胶浓度选择转移时间，具体可以根据实际适当调整。

目的蛋白分子大小(kDa) 胶浓度 转移时间

80---140 8% 1.5-2.0

25---80 10 1.5

15--40 12 0.75

<20 15 0.5

2 实验操作

（1）滤纸和膜的准备 (在电泳结束前20分钟应开始准备工作)。

A. 检查是否有足够的transfer buffer，没有立即配制。

B. 检查是否有合适大小的滤纸和膜。

C. 将膜泡入甲醇中，约1-2分钟。再转入transfer buffer中。

D. 将合适的靠胶滤纸和靠膜滤纸分别泡入transfer buffer 中。

PDVF膜在进转移缓冲液时，要在甲醇里面泡多长时间?

PVDF是疏水性的，在转膜缓冲液里很难浸透，甲醇处理后使更容易浸润。 PVDF的预处理是用甲醇浸泡活化，浸泡透之后转入蒸馏水洗两次。用甲醇泡的目的是为了活化PVDF膜上面的正电基团，使它更容易跟带负电的蛋白质结合。

一般5-20分钟都有人在用。可在取胶的同时泡，估计前后5分钟左右。效果还不错。以前有站友发贴，说处理时间没多大关系，关键看膜的质量．确实是这样的。只要让膜完全浸透应该就没问题了。

Hybond的PVDF说明书这样的写的：“pre-wet the membrane in 100% methanol (10 seconds)”。 我的理解是，至少10秒钟，多泡下也没关系的，事实上，泡10秒的做过，10分钟的也做过，都没有问题的。

（2）转移

A. 在电转移仪上铺好下层滤纸。一般用三层。

B. 将膜铺在靠膜滤纸上，注意和滤纸间不要有气泡，再倒一些transfer buffer到膜上，保持膜的湿润。

C. 将胶剥出，去掉stack gel，小心的移到膜上。

D. 剪去膜的左上角，在膜上用铅笔标记出胶的位置。

E. 将一张靠胶滤纸覆盖在胶上。 倒上些transfer buffer，再铺两张靠胶滤纸。

F. 装好电转移仪，根据需要选定所需的电流和时间。

G. 转移过程中要随时观察电压的变化，如有异常应及时调整。

3 注意事项及常遇到的问题：

1）滤纸、胶、膜之间的大小，一般是滤纸>=膜>=胶。

2）滤纸、胶、膜之间千万不能有气泡，气泡会造成短路。

3）因为膜的疏水性，膜必须首先在甲醇中完全浸湿。而且在以后的操作中，膜也必须随时保持湿润（干膜法除外）。

4）滤纸可以重复利用，上层滤纸（靠膜）内吸附有很多转移透过的蛋白质，所以上下滤纸一定不能弄混，在不能分辨的情况下，可以将靠胶滤纸换新的。

5）转移时间一般为1.5 小时，( 1mA-2mA/cm2，10% gel)，可根据分子量大小调整转移时间和电流大小。

1)在叠膜、胶、纸三明治时候，操作于盛有转膜Buffer的大平皿中进行，叠好后，再将三者平行转移至转膜装置，切勿再移动，因为在buffer中操作，已经完全排除了气泡存在的可能，无需再赶气泡

2)关于转膜时间：半干转的话，20 V×30min即可

2)关于转膜时间：半干转的话，20 V×30min即可

我们基本上不用此方法，这里暂不做介绍。

C 转移后效果的鉴定

1．染胶

用考马斯亮兰染色经destain脱色后，看胶上是否还有蛋白来反映转移的效果。

2．染膜

有两类染液选择，可逆的和不可逆的。可逆的有ponceau-s red 、Fastgreen FC、CPTS等，这类染料染色后，色素可以被洗掉，膜可以用做进一步的分析用。但是不可逆的染料，如考马斯亮兰、india ink、Amido.black 10B等，染色后膜就不能用于进一步的分析。

WB达人与你分享显影问题及解决方案

Western荧光检测取决于抗原含量—一抗敏感度—二抗敏感度—底物敏感度—显影和定影效率这一系统。我的经历认为确保万无一失的做法是如果看到荧光则压10~30s，看不到则同时压两张，10~30min洗一张，如果无则再补一张,1h后洗。再无，则压过夜。共3张片，根据每次结果调整。

其中两张片子的压法如下描述: 先剪一张比膜长2~3厘米的片子（以供贴胶带），然后剪2片细小透明胶带贴到片子的左右两边（贴时胶带留一半用于粘到封口膜上），然后将片子压到膜上，并使透明胶带留出的一半粘到封口膜上。这样就固定了第一张胶片，就不会因为放、取第二张胶片而使第一张移动了。然后放第二张胶片，与第一张片子贴在一起就行，注意片子要干燥，压片前用纸擦干封口膜，以避免被底物液体污染导致与下面一张粘在一起。取时用手轻轻拂过就可以把上面片子与下面一张错开了，不要用手抠，否则下面一张也移动了。 在洗下面一张片子时一定要取掉粘在片子上的胶带，否则在胶带的地方会影响显影。荧光经过下面一张胶片会稍微有些衰减，所以下面一张胶片感光稍微比上面一张强一些。

*注1 其具体问题有二：一是背景较高,二是没有条带.形成机制为条带处HRP很快将底物耗竭，则不发光不使胶片感光而为白色,周围因背景HRP较低而持续发光一段时间使胶片感光为黑色。这种常见于高浓度抗体并且封闭/洗脱不好的情况下。如果没有背景则就是原因3的现象。在暗室可以看到条带周围荧光而条带处为暗。如是则要么通过降低抗体解决，要么动作迅速早期未耗竭底物时压片，否则一旦耗竭通过减少压片时间不能解决问题。也可以过一段时间鼿RP稍减后重加底物迅速压片。还有另外一种反影现象就是压出条带粗大模糊，但条带中心是空的白色，原因和上面的一样，主要是条带中心耗竭底物引起的，也可以在暗室看到中空的荧光带，但与上面的区别主要在于特异性要好一些，若继续发展则就是原因3的现象。其分析和解决同上。

*注2 其原因主要是HRP太高超速催化底物生成的产物使膜发黄,压出的片子可以是正常的或和原因1或原因3的现象同时存在，只是一种现象，在压过的膜可以看出来（只在加底物后一段时间出现，几小时后可能还会消退，有时甚至刚加底物1~2min就可以看出来，所以要把握时机）。如果没有达到原因1和原因3的程度，那么这种情况一定能够看到很强的荧光，是一种良好的状态,是我们所期盼的。如果压出正常片子而不出现原因1和原因3的现象,可以不予处理。但因为荧光太强极易导致条带增粗变大，所以也可以不稀释抗体而通过调整压片时间来解决，一般压10s~30s，甚至可以3~5s，即时根据结果在暗室调整,荧光持续时间长的话都可连续压十数张片子而效果良好。但也有这种情况，就是由于HRP过强无论怎么减少压片时间条带都依然粗大（如果时间过短如<3s则可因感光不足导致条带太淡，这样就不可取了，但依然是粗大的、非条带的本来面目），那么如果想获得漂亮条带则必须通过降低抗体浓度（减少上样量很不稳定且能力有限，故很少使用）来解决。原因1和3若如是则解决也是一样的。

*注3 这是与1类似但抗体特异性较好时的一种表现，经常与下面的原因4、5、6混淆，特别需要注意。主要出现在HRP极高的情况下，来不及压片就已耗竭底物，往往伴有原因2的现象。可通过加入底物后迅速进入暗室观察荧光确定，也可以根据原因2的现象确定，以区分于原因4、5、6。除非动作迅速早期未耗竭底物时压片，否则一旦耗竭通过减少压片时间不能解决问题。也可以过一段时间待HRP稍减后TBST简单洗膜重新加底物压片。这种情况下一/二抗稀释可高达10倍而依然荧光明显。

*注4 提高抗体上样量以及下述的使用敏感底物/延长压片时间比较简单,在此不赘述，只提醒一下随抗体浓度增高背景和非特异性可能会增加。关于上样量的极限在此发表我的看法：对于裂解的混合蛋白以上样孔底面积(平方毫米)乘30ug作为极限上样量，而落实到每一个具体条带（同一分子量的所有蛋白或仅做单一蛋白电泳），则以0.3ug/平方毫米底面积作为极限上样量。(见《抗体技术实验指南》的免疫印迹一章)，超过此量可能会导致条带变形。条带信号弱可以通过加大上样量/提高抗体浓度/使用敏感底物/延长压片时间解决。但实际上样量的极限并不以我说的极限上样量为准，因为这个极限上样量是确保所有分子量的条带都跑的很漂亮的极限,而上样超量的表现是随量的加大变形的条带由低分子量逐渐往高分子量延伸。所以western极限上样量的真正操作标准是以目的条带不变形作为极限。比如对于150kd，完全可以超出我所说的极限上样量的2倍而不变形（此时中低分子量条带早已融合或挤为棒槌形了）

*注5 对于非小分子量尤其是大分子量（>100kd）蛋白而言，一般不会出现过转情况，转膜不充分是主要原因，增加转膜力度无非是加大电压/电流，延长时间。但对于小分子蛋白（<30kd就要注意了，<15kd尤其要当心）很可能出现过转，丽春红染膜或观察marker有没有穿膜可以确认，没有丽春红也可以考染转膜后的胶，如果是一片空白，则要小心了，可适当降低转膜力度。对于低分子量一般转膜液不要加SDS以防过转，《抗体技术实验指南》提供的针对中低分子量的湿转缓与高分子量的相比也是不含SDS的。

*注6 测试HRP或底物活性：于暗室EP管加底物A、B液各500ul，加入1ul HRP偶联二抗，若底物立即发出蓝光并于随后数分钟内消失说明HRP和底物尚好。此外试剂公司还开发一些超级底物，其敏感度可达到pg级，但价格昂贵，对某些表达较低的蛋白效果会好些，而且也超级省抗体（其推荐抗体稀释比高达1:10,000以上）。我用的是敏感度为ng级的底物，大部分western都还可以，pg级的还放在手里，没舍得用。

*注7 高背景原因是因为HRP偶联二抗结合到膜上，其原因包过直接结合、通过膜上蛋白间接结合、通过一抗（主要指多抗中的杂抗体）间接结合、通过封闭物（与封闭物交叉反应）间接结合、洗脱不彻底等原因造成的。在稀释抗体降低背景的同时也会降低对目的蛋白的结合效率，意即以牺牲信号强度为代价。不过在此提出另外一种和稀释抗体恰相反的做法——提高抗体浓度。这种办法适用于HRP结合到膜上较多而且底物相对极其敏感（如pg级底物，因极其敏感可把结合到膜上的极其微量抗体产生的背景也显示出来，而这种背景在ng级底物即使压片过夜也没有显示），无论如何稀释抗体和加强洗膜都不能消除背景或者条带和背景随稀释呈等比例递减甚至条带递减速度比背景还快，如果稀释抗体则压片时间需延长而背景反而因此更加明显。这种情况下认为需要提高抗体含量以提高条带显示程度，而背景随抗体浓度提高并不加强的很厉害，如是则可以通过减少压片时间而达到突出条带降低背景的目的（我最近带一个研究生使用pg级超级底物时发现此现象并使用此方法解决背景高的难题，当时一抗稀释为原来的4倍，二抗稀释为原来的10倍，即总稀释为原来的40倍仍然可以看到背景的荧光但条带的荧光却减了许多导致条带和背景都无法区分了，后来回复原来浓度并稍微延长孵育时间则条带荧光明显盖过背景并减少压片时间至5s解决）。

*注8 这一点似乎多数人都不重视，所以有时候会有些意外。我一般室温2~4h，但4度过夜确实是最好的。另外在平皿中摇似乎比封口膜更容易掌握并获得较好的效果，对新手似乎更好。

*注9 实际上牛奶对于多数抗体来说还是很好的，但所有二抗也都写着：与牛奶可能有交叉反应。BSA蛋白单一，可降低因牛奶其他成分引起的背景。单用TBST也可以，此法虽然减少了交叉，但单就封闭能力而言却也因此而降低

*注10 一般10min*3次就足够了，如果不放心可按自己意志加强时间、次数、洗脱液用量。

*注11 以牺牲敏感度为代价其最低标准是使目的条带能够正常显影，对一切原因有效，但效果局限。

*注12 以牺牲敏感度为代价其最低标准是使目的条带能够正常显影，仅对膜上蛋白和一抗引起的有效。

*注13 主要是气泡在胶-膜之间引起的绝缘区使蛋白无法通过而不能到达膜上，这一步在操作时尤其要小心，我自己犯过，也看到其他人犯过。我的办法是把胶铺到膜上，先使其一边接触膜的一边，这样就会在胶和膜交界的地方形成一个水相前缘，然后慢慢落下凝胶，这样这个水相前缘就会逐渐推进直至胶膜重合，如是则不会有气泡产生。把胶铺到膜上而非相反是因为胶是透明的，可以看到水相前缘以及有无气泡产生。

*注14 膜平衡不均或有油脂污染的表现是膜上有疏水的通明色和蛋白几无（丽春红染），这点并不多见。

*注15 这一点我是抄pierce的说明书的，我没遇到过，膜与X光片间有气泡也不影响荧光通过，这个我可以肯定。似乎不透明的东西才会导致。

*注16 非特异性条带在普通多抗比较多见，纯化多抗会好的多，但单抗也不是绝对没有，我也遇到过。关于wetern的抗体选择在此提出我的观点：最理想的是混合单抗，其次是纯化多抗，单抗和多抗各有局限和特点，根据个人对特异性需求和蛋白的稳定性而定。考虑的参数主要是抗原表位和特异性两个因素，不包含每个抗体价格。混合单抗虽然针对多个表位但代价太高，需购置多个单抗然后混合，很少有人这么做。纯化多抗基本具有混合多抗的性质和优点，表位多，稳定性好，特异性也不差，我觉得是实际中的首选。单抗虽然特异性好，但如果其针对的表位在提取蛋白时被破坏则其敏感度为会下降甚至为0，故不稳定。普通多抗虽然表位多，但因含其他抗体，特异性差了好多，会有很多杂带乃至背景。实际我做的抗体多数都是普通多抗，只要封闭的好，效果还是很不错的；单抗虽说不稳定，但实际中我都能做出来，尤其是内参，强烈推荐只选单抗。

*注17 此点我根本不知道，完全是拷贝pierce说明书的

*注18 主要原因是牛奶里面会有一些不悬浮的大颗粒，这些东西对封闭无益。我所有的牛奶全是配好后在4度静置（最好放在尖底的管子内），这样那些大颗粒就会沉淀到底部，吸取时不要担心牛奶不均而特意混匀，我只吸上面的，下面的颗粒则不要取。如是则在也没有遇到这种现象。不推荐过滤牛奶，因为耗时极长且得率极低。我用过几次但后来废弃了这种做法。

转自：生物探索