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[讨论] 一文理清免疫荧光实验流程和常见问题

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发表于 2024-2-4 14:43 | 显示全部楼层 |阅读模式

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免疫荧光(immunofluorescence)是一种常用的光学显微术,即用荧光显微镜来观察细胞中的特定生物分子。免疫荧光依赖于抗体抗原的特异性结合,然后通过直接标记或间接标记方法使用荧光分子指征抗体-抗原结合的位置,以确定目标生物分子在细胞中的位置、丰度和分布情况。
免疫荧光实验流程

1. 固定
固定液种类:有机溶剂(甲醇、乙醇、丙酮等);交联剂(4%PFA、10%中性福尔马林),固定液的选择取决于被研究抗原的性质及所用抗体的特性。但针对磷酸化的抗体,不适合用甲醛,会导至磷酸蛋白从膜表面转移到胞浆中,故应选择冰冷的无水甲醇或无水乙醇,同时应注意甲醛会挥发,在4-8°C不宜储存太久。
固定时间:取决于组合块的大小和类型,对于大多数组织,18-24h较为理想,细胞固定时间较短,一般2%的甲醛室温固定20min即可。

2. 透化
通透的目的是使抗体进入胞内。0.5% Triton X-100 室温通透20 min(针对胞内抗原,若是细胞膜上表达的抗原则省略该步骤);除了Triton X-100,丙酮也可作为通透剂,并且丙酮固定后的样品不需要通透。

3. 封闭
封闭可减少一抗和二抗与非特异性位点结合。通透后用PBS浸洗玻片3次,每次3 min,吸水纸吸干PBS,在玻片上滴加山羊血清,室温封闭30min。常用的封闭液包括:与二抗同一来源的血清、BSA或者是羊血清。从封闭开始所有的步骤,一定要注意样品的保湿,避免样品的干燥,否则极易产生较高的背景。醛类固定的样品,在用一抗孵育前用含0.3M甘氨酸的封闭液进行封闭。

4. 一抗孵育
根据一抗说明书,按照适当比例用一抗稀释液稀释一抗,用吸水纸吸尽封闭液,每张玻片滴加稀释好的一抗并放入湿盒, 4℃孵育过夜。回收一抗,加入PBST, 在摇床上缓慢摇动洗涤5 min,共洗涤3次。

5. 荧光二抗孵育
用吸水纸吸尽洗涤液后滴加稀释好的荧光二抗,湿盒中孵育1h后,回收二抗,接着用PBST洗3次,每次5 min;由于荧光容易淬灭,故从加荧光二抗起,后面所有操作步骤都要避光。

6. 复染核(定位的关键)
在玻片上滴加DAPI,并注意避光孵育5min,对标本进行染核,然后用PBST洗3次,每次5min,洗去多余的DAPI。

7. 封片
用吸水纸吸干爬片上的液体,用含抗荧光淬灭剂的封片液封片,然后在荧光显微镜下观察。
免疫荧光常见问题

一、荧光信号弱怎么办?

从样本本身、固定透化到抗体孵育,甚至是拍照,每一步都有可能是原因。
1. 样品质量
选用新鲜制备的样本以及适当的保持条件。

2. 靶标丰度低
  • 适当提高一抗浓度。
  • 选择荧光强度更强的二抗,比如Alexa Fluor系列二抗。


3. 固定方法不当
  • 甲醛和蛋白的氨基通过共价键结合,可能会遮盖抗原表位,导至靶表位信号减弱。建议调整抗原修复方法或固定方法。
  • 多聚甲醛会与GFP荧光蛋白发生醛化反应,导至信号减弱。
  • 检测膜蛋白一般不建议使用甲醇或丙酮固定,有机溶剂能够破坏膜结构。


4. 透化方法不当
  • 检查靶标蛋白表达位置,胞内蛋白需要透化处理。
  • 膜蛋白需要考虑所检测靶表位位于膜内还是膜外,膜外则不需要透化。


5. 二抗选择不当
二抗选择建议如下:

6. 信号放大不够
如果检测靶点是低丰度蛋白.信号弱可能是由于信号放大不足导至的,可以使用Invitrogen SuperBoost 酪胺信号放大技术,进一步增强信号,实现低丰度,难以检测蛋白的检测。

7. 光漂白
  • 减少照明强度/时间。
  • 选用抗荧光淬灭封片剂。


二、背景太高了怎么办?

大家在操作时可以通过设置对照,帮助我们迅速判断背景的来源。对照包括自发荧光对照(无一抗、二抗)和无一抗对照。
1. 封闭不足
  • 选用二抗种属来源的血清封闭。
  • 选用链霉亲和素/生物素系统,需要用链霉亲和素封闭内源的生物链酶。
  • 选用HRP系统,需要使用过氧化氢等商业化试剂盒去活化内源性HRP。
  • 选用AP系统,需要使用左旋咪唑等商业化试剂去活化内源性磷酸酶。


2. 一抗
一抗浓度过高,减少用量

3. 二抗
  • 设置无一抗对照,帮助确认背景是否来源二抗。
  • 二抗浓度过高,减少用量。
  • 抗体凝聚,使用二抗前离心去掉抗体凝聚物。
  • 使用高交叉吸附的Alexa Fluor Plus二抗,信噪比比Alexa Fluor提高4-5倍。


4. 自发荧光
  • 设置自发荧光对照,确定是否自发荧光。
  • 固定剂如醛类和氨基共价结合导至的自发荧光,可用硼氢化钠去除。
  • 增加固定剂的漂洗次数。
  • 避开背景高的波段,选用背景较低的波段检测。



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