IVD前沿丨无培养超快速血药敏试验（uRAST），可节约40-60小时

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为了缩短血培养时间，必须加快病原体的增殖，并尽量减少AST分析所需的接种数量。uRAST可同时实现这两个目标，首先从全血中分离微生物，除去宿主细胞、抗生素和生长抑制剂（图b），进行物种鉴定（图c），在纯培养基下加速培养（图d），并实施基于表型成像的AST芯片，在极低细胞数量下（图e）进行敏感性测试，有助于显著降低总TAT。

图片来源：NatureuRAST的设计和工作流程。

作者使用了合成的β-2-糖蛋白I（sβ2GPI）肽修饰的磁性纳米颗粒，从血液中富集病原体。采用优化后的方案，对1000 CFU ml−1大肠杆菌和金黄色葡萄球菌的捕获效率分别为96.23 和91.54%。使用低负荷（1-10 CFU ml−1）大肠杆菌、肺炎克雷伯菌、铜绿假单胞菌、金黄色葡萄球菌和粪肠球菌进行了效率测试，结果显示虽然产量略有下降，但所有菌株均被成功捕获（图c、d）。

对不同临床分离株（n = 18）进行检测发现，sβ2GPI纳米颗粒能有效地捕获广泛的血源性病原体（图f）。总检测限持续低于4 CFU ml−1，60%情况下低于1 CFU ml−1。

利用sβ2GPI肽包被纳米颗粒的细菌分离特性。 图片来源：Nature

为了鉴定致病菌类型，作者开发了一种使用形状编码的微盘的快速定位ID检测方法（QmapID）（图a）。该方法包括一个微盘文库，每个微盘上固定着单链DNA探针，可以杂交相应病原体的基因组序列。从富集溶液中裂解细菌细胞以提取基因组DNA（gDNA），然后使用两步巢式PCR和生物素标记进行扩增。然后将扩增子杂交到特定的微盘上，并使用荧光染料进行探测成像。通过解码孔穴模式和荧光强度分布和平均值分析，可在3h内验证细菌特异性基因的存在（图b）。

36株临床分离株中进行测试，除阴沟肠杆菌外，所有临床菌株的细菌ID均成功区分，无明显的交叉反应。结合使用sβ2GPI纳米颗粒进行细菌富集，QmaplD血液的检出限在5 CFU ml-1以下，使基因检测灵敏度提高了1000倍。

QmapID鉴定方法的|特性分析。图片来源：Nature

与QmapID平行，在富集过程中收集的血液纯化病原体也用于AST（图b，c）。结果发现，与标准血液培养方法相比，去除血液成分的纯培养基中的病原体生长显著增强，大肠杆菌和金黄色葡萄球菌培养10 h后，其浓度分别增加了9.76倍和19.01倍。

纯化病原体可快速培养。图片来源：Nature

作者设计了一种定制的96孔AST芯片用于MIC测定和敏感性分析。接种量大小设置为每孔500 CFU，输入AST共计5×104个细胞，相当于大约6小时的快速培养（图e，f）。使用大肠杆菌和金黄色葡萄球菌评价各种抗生素的MIC，以研究AST的准确性（图g，h）。结果显示与BMD结果相比，大肠杆菌和金黄色葡萄球菌的总体基本一致性分别为100%和93.3%。

低输入96孔型AST芯片的特性研究。图片来源：Nature

本研究共纳入了190例因血液系统恶性肿瘤和疑似感染的住院患者。根据BC结果，174例患者中有16例（9.20%）检测出菌血症阳性。与盲测QmapID的结果完全匹配，且从QmapID检测中得到的ID信息与MALDI-TOF之间确认了100%符合。

对QmapID鉴定的感染阳性血液样本进行选择性回顾性uRAST检测。将结果与BMD比较，总体分类一致性为94.90%（图c），符合FDA要求。与医院AST相比，应用uRAST显著改善了TAT，平均降低了47.99±9.69h（P<0.0001）（图e）。

应用QmapID和uRAST对疑似感染患者的临床研究。

作者提出了一种基于表型的超快速AST（uRAST）平台，能够直接从患者的全血中进行药物敏感性分析，避免了血液培养的需要。此外还介绍了一种高度敏感的、无需培养的病原体ID检测方法，可提供物种信息，这对精确的AST解读至关重要。此方法理论上可减少TAT超过40-60小时，使快速抗生素处方成为可能。

建议未来的研究了解和校准使用最小接种的效果，并可能建立新的法规或标准，以支持和指导低投入、超快速AST的发展。此外，应在抗生素评估后尝试区分非生长的持久性物质和死亡的病原体，因为缺乏生长并不总是表明易感性，这是目前所有基于表型的AST诊断技术都存在的局限性。